Spectroscopie d’absorption des rayons X par synchrotron des mélanosomes chez les vertébrés et les céphalopodes : implications pour l’affinité du Tullimonstrum

Introduction

Les pigments de criblage sont un composant essentiel des systèmes visuels des animaux car ils absorbent la lumière errante, permettant ainsi la photoréception directionnelle et la protection des photorécepteurs contre le rayonnement ultraviolet . Les pigments de criblage des invertébrés comprennent les ommochromes, les ptérines et, moins fréquemment, la mélanine. En revanche, le principal pigment de dépistage chez les vertébrés est la mélanine, présente sous forme de mélanosomes (organites liés à la membrane) dans l’iris, la choroïde, l’épithélium pigmenté de la rétine (EPR) et la sclérotique (figure 1). Les mélanosomes de l’EPR comprennent des formes sphériques et allongées qui sont divisées dans l’espace. En cas de forte lumière incidente, les mélanosomes allongés migrent vers les processus apicaux des cellules de l’EPR, protégeant ainsi les pigments photosensibles des cellules photoréceptrices du blanchiment. De manière intrigante, les yeux de l’énigmatique taxon Tullimonstrum gregarium (Carbonifère, Mazon Creek, IL, USA) présentent également des couches successives de mélanosomes de géométries différentes. Cette caractéristique a été interprétée comme la preuve d’une affinité avec les vertébrés, sur la base d’un examen de la distribution et de la morphologie des mélanosomes chez les animaux existants. On ignore cependant si les mélanosomes des yeux des invertébrés sont organisés en couches tissulaires successives comme chez les vertébrés. La résolution de cette question nécessite une étude systématique des pigments de dépistage dans les yeux des invertébrés. Les céphalopodes constituent un cas d’étude idéal car, comme les vertébrés, ils possèdent un œil complexe de type caméra avec de multiples couches de tissus pigmentés et sont connus pour produire des mélanosomes (dans le sac à encre). Nous avons systématiquement caractérisé la localisation anatomique et la chimie des tissus pigmentés, ainsi que la géométrie des granules pigmentaires, dans les yeux de la pieuvre commune (Octopus vulgaris), du calmar européen (Loligo vulgaris), de la seiche commune (Sepia officianalis), de la lamproie marine (Petromyzon marinus) et du bar européen (Dicentrachus labrax), couplés à des données provenant de fossiles (matériel électronique supplémentaire, tableau S1). Les tissus ont été analysés par coloration histologique Warthin-Starry, oxydation au peroxyde d’hydrogène alcalin (AHPO ) et microscopie électronique à balayage (SEM). Dans les yeux des vertébrés, la mélanine réduit le stress oxydatif en chélatant les ions métalliques et des travaux récents montrent que les mélanosomes des vertébrés ont des chimies d’éléments traces spécifiques aux tissus. Nous avons donc testé si la chimie des éléments traces peut discriminer les mélanosomes oculaires des vertébrés et des céphalopodes en utilisant la spectroscopie de fluorescence de rayons X à balayage rapide synchrotron (SRS-XRF) et l’absorption de rayons X près de la structure de bord (XANES).

Figure 1. Anatomie des yeux des céphalopodes et des vertébrés existants. Illustrations schématiques de (a) l’œil de céphalopode et (b) l’œil de vertébré avec, en médaillon, le détail des couches tissulaires. (c) Coupes histologiques et micrographies électroniques à balayage (MEB) des yeux de Loligo, Octopus, Sepia et Petromyzon. Les sections sont colorées avec Warthin-Starry ; la mélanine apparaît en noir. Tous les tissus présentent des micro-corps semblables aux mélanosomes. C, choroïde ; I/flèches noires, iris ; L, cristallin ; O, nerf optique ; OG, ganglions du nerf optique ; R, rétine ; RPE/*, épithélium pigmentaire rétinien ; RPL/pointes de flèche, couche pigmentée rétinienne ; S/flèche blanche, sclère ; SCL, couche subciliaire ; V, humeur vitrée. (Version en ligne en couleur.)

Matériel et méthodes

(a) Spécimens modernes et fossiles

Des spécimens de Octopus, Sepia, Loligo, Petromyzon et Dicentrachus (chacun n = 5) ont été obtenus auprès de fournisseurs commerciaux (Ballycotton Seafoods et K O’Connell Fish Merchants (English Market à Cork, République d’Irlande) et Online Baits UK). Les lamproies ont été fournies congelées et disséquées immédiatement après décongélation ; les céphalopodes et le bar européen étaient décédés au moment de l’achat et ont été disséqués dans les 24 heures suivant leur mort. Les yeux ont été fixés dans du glutaraldéhyde à 2,5 % pendant 1 h à température ambiante, déshydratés dans de l’éthanol et conservés dans de l’éthanol à 70 % avant toute analyse ultérieure.

Cette étude comprend l’analyse des ocelles des huit fossiles suivants : de Mazon Creek, deux spécimens de Tullimonstrum (CKGM F 6426 et FMNH PE 22061), un spécimen de chacun des vertébrés Mayomyzon peickoensis (FMNH PF 5688) et Gilpichthys greenei (FMNH PF 8474) et le seul spécimen du céphalopode fossile Pohlsepia mazonensis (FMNH PE 51727) ; de Green River (Eocène, Colorado/Utah/Wyoming), un spécimen de Knightia sp. (FOBU 17591) et de la Fur Formation (Eocène, Danemark) un Teterodontiformes indéterminé (NHMD 199838) ; de la Hâkel and Hâdjoula Lagerstätte (Crétacé tardif, Liban), la pieuvre fossile Keuppia sp. (NHMUK PICC651A). Abréviations institutionnelles : NHMUK, Natural History Museum London ; NHMD, Natural History Museum of Denmark ; FMNH, Field Museum of Natural History ; CKGM, Cork Geological Museum ; FOBU, Fossil Butte National Monument.

(b) Oxydation au peroxyde d’hydroxyde alcalin et hydrolyse à l’acide iodique

Les tissus ont été disséqués à l’aide d’outils stériles, placés dans des flacons en verre, lyophilisés et réduits en poudre. La choroïde et l’EPR des vertébrés ne pouvaient pas être séparés et ont donc été traités comme un seul tissu dans cette analyse. Les échantillons de tissus lyophilisés (9-17 mg) ont été homogénéisés dans l’eau avec un homogénéisateur Ten-Broeck à une concentration de 10 mg ml-1 et des aliquotes de 100 µl ou 200 µl ont été traités par AHPO et hydrolyse à l’acide iodhydrique . L’AHPO après hydrolyse HCl teste la présence d’acide pyrrole-2,3,5-tricarboxylique (un marqueur de l’eumélanine ) ; l’analyse à l’acide hydroiodique teste la présence de 4-amino-3-hydroxylphénylalanine (un marqueur de la phaeomélanine ).

(c) Histologie

Des échantillons disséqués de tissus provenant d’yeux de céphalopodes et de la choroïde, de l’iris, de l’EPR et de la sclère provenant d’yeux de vertébrés ont été fixés à l’aide de glutaraldéhyde à 2,5% pendant 1 h à température ambiante. Les échantillons de tissus fixés ont été traités pour l’histologie et colorés en utilisant le protocole Warthin-Starry, qui teste la présence de mélanine .

(d) Microscopie électronique à balayage

De petits échantillons (environ 1 à 2 mm2) de tissus oculaires ont été séchés à l’aide d’hexaméthyldisilazane ou d’azote liquide. Les échantillons de tissus séchés et les sections minces non recouvertes ont été montés sur des stubs en aluminium, revêtus d’or/palladium par pulvérisation cathodique et imagés à une tension d’accélération de 5-15 keV à l’aide d’un MEB FEI Quanta 650 et d’un MEB Zeiss Gemini Supra 40. Les analyses par spectroscopie X à dispersion d’énergie (EDS) ont été réalisées à l’aide d’un VP-SEM Hitachi S-3500N équipé d’un spectromètre à dispersion d’énergie EDAX Genesis à une tension d’accélération de 15 kV avec des temps d’acquisition de 120 s pour les cartes EDS (matériel électronique supplémentaire, figure S1).

(e) Analyse de la géométrie et de la taille des mélanosomes

Les données de géométrie ont été mesurées pour au moins 20 mélanosomes (et, le cas échéant, des micro-corps semblables aux mélanosomes) pour chaque tissu de chaque spécimen. Les différences de géométrie ont été testées en utilisant l’ANOVA ou (lorsque les données sont hétéroscédastiques) le test F de Welch couplé à une analyse post hoc par paire dans PAST (Tukey pour l’ANOVA et Dunn pour les analyses du test F de Welch, respectivement). Les données de géométrie des mélanosomes pour S. officianalis sont homoscédastiques mais non normales et ont donc été analysées après transformation logarithmique.

(f) Fluorescence à rayons X à balayage rapide du synchrotron

Les mesures ont été effectuées aux lignes de faisceaux 2-3 et 10-2 du Stanford Synchrotron Radiation Lightsource (SSRL). L’énergie incidente des rayons X a été fixée à 11 keV à l’aide d’un monochromateur à double cristal de Si (111), l’anneau de stockage contenant 500 mA en mode top-off à 3,0 GeV. Sur la ligne de faisceau 2-3, un faisceau microfocalisé de 2 × 2 µm était fourni par une paire de miroirs Kirkpatrick-Baez revêtus de Rh, tandis que la ligne de faisceau 10-2 utilisait des ouvertures en tungstène pour obtenir des tailles de faisceau sélectionnables entre 25 et 200 µm. L’intensité incidente des rayons X à chaque ligne de faisceau a été mesurée avec une chambre d’ionisation remplie d’azote. Les échantillons ont été montés à 45° par rapport au faisceau incident de rayons X et ont été tramés spatialement pour un temps de séjour de 20-50 ms pixel-1. Les éléments suivants ont été cartographiés à la ligne de faisceau 2-3 : sections minces non recouvertes et non colorées des yeux d’un individu de Dicentrachus et Octopus et de deux individus de Loligo et Petromyzon ; les ocelles d’un spécimen de Tullimonstrum (CKGM F 6426), Knightia sp. et les Teterodontiformes indet. Les éléments suivants ont été cartographiés à la ligne de faisceau 10-2 : le deuxième spécimen de Tullimonstrum (FMNH PE 22061), Mayomyzon, Gilpichthys, Pohlsepia et des échantillons de tissus mous de Keuppia sp. Les deux lignes de faisceau différentes ont été utilisées pour accommoder des échantillons/spécimens de différentes tailles (les spécimens trop grands pour l’étape d’échantillonnage de la ligne de faisceau 2-3 ont été accommodés à 10-2). Les données fossiles de chaque ligne de faisceau ont été calibrées par rapport au même ensemble de normes et donc, les variations dans les données sont réelles et ne reflètent pas les variations des paramètres analytiques. Le spectre de fluorescence complet a été collecté à chaque point de données et l’intensité des lignes de fluorescence pour les éléments sélectionnés (P, S, Cl, K, Ca, Ti, Mn, Fe, Ni, Cu et Zn) a été contrôlée à l’aide d’un détecteur Vortex à dérive en silicium (Hitachi, USA) couplé à un système de traitement des impulsions Xpsress3 (Quantum Detectors) pour la discrimination de l’énergie. Les intensités de fluorescence ont été corrigées pour tenir compte du temps mort du détecteur et normalisées par rapport au flux entrant (I0STRM). Les concentrations de chaque élément en µg cm-2 ont été étalonnées à l’aide d’étalons élémentaires en couche mince traçables par le NIST. Le traitement des données a été effectué à l’aide du logiciel MicroAnalysis Toolkit . Les valeurs de moyenne et d’écart-type ont été calculées pour les concentrations de chaque élément dans les régions d’intérêt sélectionnées. Les différences de concentrations élémentaires entre les régions d’intérêt ont été évaluées en utilisant l’analyse discriminante linéaire (LDA) dans PAST . Les données ont été regroupées en utilisant un seul niveau de classification correspondant au tissu d’origine, par exemple la couche pigmentée de la rétine (RPL) de la pieuvre, l’iris de Petromyzon, la sclère de Petromyzon, l’ocelle du FMNH PE 22061, etc. L’analyse en composantes principales des données produit une distribution des données qui est presque identique à celle du LDA (matériel supplémentaire électronique, figure S4a,b).

(g) Spectroscopie d’absorption des rayons X près de la structure des bords

Des spectres XANES ont été collectés à la ligne de faisceau 2-3 au SSRL à partir de points d’intérêt identifiés dans les cartes XRF. Ceci a été réalisé en conduisant l’énergie du faisceau incident à travers le bord K du Cu de manière progressive et en enregistrant l’intensité émise de la ligne Kα en fonction de l’énergie incidente . La calibration de l’énergie du monochromateur a été réalisée en utilisant une feuille de Cu. Les spectres XANES ont été obtenus à partir du RPL et de la sclère de Loligo, de la choroïde de Petromyzon et des ocelles du spécimen de Tetradontiformes indet. de Knightia et Tullimonstrum (CKGM F 6426). Les spectres ont été traités à l’aide du progiciel Athena .

Résultats

(a) Mélanine et mélanosomes dans les yeux des céphalopodes et des vertébrés existants

De manière inattendue, plusieurs couches tissulaires distinctes dans les yeux de tous les céphalopodes étudiés présentent une coloration noire, spécifique de la mélanine (figure 1). Ces données sont soutenues par les analyses AHPO, qui confirment que les tissus colorés de Loligo, Octopus et Sepia sont riches en eumélanine et, dans une moindre mesure, en phaeomélanine (matériel supplémentaire électronique, tableau S2). L’analyse MEB des tissus riches en mélanine confirme la présence de micro-corps sphéroïdes/oblongs (voir aussi ; figure 1). Il est très improbable que les micro-corps représentent des bactéries de décomposition car ils se trouvent dans les yeux intacts de spécimens fraîchement tués sans aucun signe de dommage tissulaire, présentent des couches de taille spécifique cohérentes parmi les spécimens du même taxon et sont stables sous le faisceau d’électrons. En outre, il est peu probable que les micro-corps représentent des granules d’ommochrome, car ils se trouvent dans des couches de tissu qui se colorent positivement pour la mélanine en coupe histologique et contiennent des marqueurs de diagnostic pour l’eumélanine dans les analyses AHPO. Aucun autre micro-corps n’est présent qui pourrait générer ces résultats. Les micro-corps dans les couches tissulaires se colorant en noir dans les sections histologiques des yeux de céphalopodes sont donc interprétés de la manière la plus plausible comme des mélanosomes.

Chez les céphalopodes existants, les mélanosomes sont présents dans l’iris et dans des couches tissulaires supplémentaires situées à l’arrière de l’œil (défini ici comme le RPL) et derrière l’iris (défini ici comme la couche subciliaire (SCL) ; figure 1a,c). Tous les céphalopodes étudiés possèdent une SCL mais des échantillons de qualité histologique de ce tissu n’ont pu être obtenus que pour la pieuvre. La géométrie des mélanosomes diffère significativement entre l’iris et le RPL chez Loligo (F1,90 = 7,275, p = 8,35-3) et Sepia (F1,48 = 10,94, p = 1,79-3) (figure 2a,c). Les différences dans la géométrie des mélanosomes oculaires d’Octopus et de Petromyzon sont statistiquement significatives pour certaines populations de mélanosomes, mais pas toutes (figure 2b,d ; matériel supplémentaire électronique, tableau S4). En plus des mélanosomes, la rétine des céphalopodes contient d’abondants granules subangulaires de forme irrégulière (figure 1c). Cette géométrie est incompatible avec celle des mélanosomes connus chez les vertébrés et les céphalopodes ; les granules peuvent donc représenter des ommatines ou d’autres pigments photosensibles, mais leur identité reste à démontrer chimiquement. Divers tissus de l’œil de la lamproie et du bar se colorent pour l’eu- et la phaeomélanine (figure 1b,c) ; l’analyse AHPO confirme la présence de mélanine dans ces tissus et démontre une variation marquée des concentrations d’eumélanine entre les yeux des deux vertébrés (matériel électronique supplémentaire, tableau S2).

Figure 2. Géométrie des mélanosomes de l’œil. (a) Loligo, (b) Octopus, (c) Sepia et (d) Petromyzon.

En résumé, nos données révèlent que les mélanosomes dans les différents tissus de l’œil ont des géométries significativement différentes à la fois chez les céphalopodes et les vertébrés existants (matériel électronique supplémentaire, tableaux S3 et S4 ; figure 2).

(b) Chimie des mélanosomes oculaires

Nous avons utilisé le SRS-XRF et le XANES pour tester si la chimie des métaux traces peut distinguer les mélanosomes oculaires des vertébrés de ceux des céphalopodes. Dans les yeux des calmars et des pieuvres existants, seul le Cu présente une répartition spatiale frappante (figure 3a, b) : il est enrichi dans la sclérotique mais pas dans le RPL riche en mélanine (ou d’autres tissus). Le Zn présente une répartition subtile dans les deux taxons céphalopodes analysés : il est légèrement enrichi dans le RPL du poulpe et, dans une moindre mesure, dans la sclérotique du calmar. Chez les vertébrés, cependant, les tissus porteurs de mélanosomes montrent une répartition frappante du Zn (et, chez la lamproie, du Fe et du Cu) (figure 3c,d). Chez la lamproie, Fe est enrichi dans l’iris, Zn est enrichi dans l’iris et, surtout, dans la choroïde et l’EPR, et Cu est enrichi dans tous les tissus porteurs de mélanosomes. Chez le bar, le Zn est enrichi dans tous les tissus porteurs de mélanosomes. Dans les cartes XRF des yeux des vertébrés existants, la choroïde et l’EPR ne peuvent pas être distingués en utilisant la chimie des éléments traces ou l’ultrastructure, ce qui nécessite leur traitement comme un seul tissu. Nous ne considérons pas que cela affecte nos principaux résultats car nos données sur les céphalopodes et d’autres tissus oculaires de vertébrés montrent que la variation chimique intraspécifique est mineure par rapport à la variation interspécifique (figure 4a,b). Les tissus riches en mélanosomes dans les yeux des vertébrés existants, mais pas des céphalopodes, sont donc enrichis en Zn (et parfois en Fe et Cu) par rapport aux autres tissus oculaires.

Figure 3. Analyse SRS-XRF de sections histologiques de Loligo (a), Octopus (b), Petromyzon (c) et Dicentrachus (d), et de vertébrés fossiles (Teleostei) Tetradontiformes indet. (e) et Knightia (f), du céphalopode fossile Keuppia (g) et du Tullimonstrum (CKGM F 6426) (h). Les sections histologiques sont colorées avec Warthin-Starry ; la mélanine apparaît en noir. Les cartes SRS-XRF dans (a-h) sont des régions montrées dans les sections histologiques et les photographies. Voir le matériel supplémentaire électronique, figure S2 pour les emplacements des régions dans les photographies des sections histologiques et pour les emplacements des régions dans les photographies des fossiles présentés. Flèches noires, iris ; pointes de flèche, RPL ; astérisque, RPE ; flèches blanches, sclérotique. Les valeurs de concentration maximale pour chaque carte SRS-XRF sont fournies dans le matériel supplémentaire électronique, tableau S5. (Version en ligne en couleur.)

Figure 4. Chimie des éléments traces des céphalopodes et vertébrés existants et fossiles et du Tullimonstrum. (a) LDA basé sur les concentrations mesurées de Ti, Fe, Cu et Zn. (b) Biplot des éléments clés contribuant à la variation dans (a). (c) Spectres XANES de spécimens sélectionnés et de standards au bord K du Cu (ligne pointillée à 8987 eV). La plus grande variation chimique entre le Tullimonstrum et les autres fossiles de Mazon Creek présente en (a) par rapport à la variation entre les autres biotopes fossiles est présente même lorsque le Fe est retiré de l’ensemble de données (matériel électronique supplémentaire, figure S4c,d). Les pointes de flèche dans (c) indiquent la position des caractéristiques de pré-bord dans ces spectres. Les données relatives au sac d’encre de calmar fossile proviennent de .

Pour vérifier si ce signal persiste dans les fossiles, nous avons analysé les ocelles de deux céphalopodes fossiles et de quatre vertébrés fossiles. À l’exception du céphalopode Pohlsepia de Mazon Creek, les ocelles de tous les spécimens contiennent des micro-corps semblables à des mélanosomes (matériel supplémentaire électronique, figure S3). Les cartes SRS-XRF montrent que les ocelles des vertébrés fossiles Knightia et Tetradontiformes indet. (figure 3e-f) sont enrichis en Ti et Cu par rapport à la matrice sédimentaire, avec un enrichissement mineur en Zn dans cette dernière. Par contre, le ocelle de Keuppia est relativement enrichi en Ti, Fe et Zn seulement (figure 3g). L’ocelle de Tullimonstrum est enrichi en Ti, Fe, Cu et Zn par rapport aux tissus mous environnants (figure 3h). Ces données chimiques ne sont pas entièrement cohérentes avec le signal dans les céphalopodes fossiles étudiés ou les vertébrés fossiles.

Nous avons utilisé LDA pour explorer la variation des concentrations des éléments clés Ti, Fe, Cu et Zn dans notre ensemble de données. Les tissus oculaires chez les vertébrés et les céphalopodes existants tracent dans des régions distinctes de l’espace chimique et séparément de leurs homologues fossiles (figure 4a,b). La chimie des éléments traces des ocelles des vertébrés non équivoques de la crique Mazon est distincte de celle des deux spécimens de Tullimonstrum, qui sont proches les uns des autres. La séparation des vertébrés non équivoques de Mazon Creek et de Tullimonstrum le long de l’axe LD2 reflète l’enrichissement des premiers en Zn et, dans une moindre mesure, en Cu et Fe : de façon intrigante, cela reflète la variation de la chimie entre les vertébrés et les céphalopodes existants. Les ocelles de Tullimonstrum sont, cependant, chimiquement distincts de ceux de Pohlsepia, un céphalopode non équivoque de la crique Mazon.

Nous avons exploré la variation de l’état d’oxydation du Cu, un métal communément associé à la mélanine , dans des taxons fossiles et modernes sélectionnés en utilisant XANES. Les spectres XANES au bord K du Cu prélevés dans la choroïde de la lamproie et dans deux taches oculaires de vertébrés fossiles présentent tous des pics d’absorption centrés à 8994 ± 1 eV, indiquant de fortes contributions de Cu(II) (figure 4c). Les spectres du RPL (mélanisé) et de la sclère (non mélanisé) du calmar ressemblent largement à ceux des vertébrés, mais présentent des caractéristiques de pré-bord à 8978,59 eV et 8977,58 eV, respectivement, dont les positions révèlent la présence de Cu(I) . Une caractéristique de pré-bord s’étendant de 8976,73 à 8984,27 eV apparaît dans le spectre de Keuppia, reflétant également une contribution de Cu(I). La présence de Cu(I) dans les spectres XANES des ocelles de céphalopodes existants et fossiles pourrait refléter la réduction du Cu(II) pendant l’analyse. Les échantillons de vertébrés, cependant, ne montrent aucune contribution de Cu(I) bien qu’ils aient été analysés dans des conditions expérimentales identiques (les spectres de certains échantillons de vertébrés (par exemple Knightia) montrent des caractéristiques de pré-bord très faibles, mais celles-ci sont moins facilement interprétées comme une preuve sans équivoque de Cu(I)). Alternativement, les contributions de Cu(I) dans les tissus oculaires des céphalopodes pourraient provenir de l’hémocyanine désoxygénée, la molécule respiratoire des céphalopodes. Le spectre XANES de Tullimonstrum montre un pic dominant à 8994.38 eV et une caractéristique importante de pré-bord à 8987.8-8990.2 eV. Ces caractéristiques sont cohérentes avec les contributions de multiples états d’oxydation du Cu, y compris une contribution distincte du Cu(I) , comme pour les céphalopodes extants et fossiles.

Discussion

Notre étude révèle que les yeux des céphalopodes extants possèdent des mélanosomes avec des géométries spécifiques aux tissus. L’effondrement de l’œil du céphalopode pendant la décomposition pourrait potentiellement générer des couches de mélanosomes de taille spécifique, superficiellement similaires à celles de l’EPR des vertébrés (figure 1a,b). La présence de mélanosomes de tailles et/ou de géométries spécifiques aux tissus dans les yeux des céphalopodes existants (figure 2a,c) indique donc que les couches successives de mélanosomes de tailles et/ou de géométries différentes dans les fossiles ne peuvent pas être automatiquement interprétées comme des preuves de l’existence de l’EPR des vertébrés. La mesure dans laquelle d’autres groupes d’invertébrés fossiles conservent des mélanosomes oculaires est inconnue (mais voir Lindgren et al. pour des preuves chimiques de la présence de mélanine dans les yeux d’insectes fossiles).

La mélanine dans les yeux des vertébrés existants peut lier divers éléments, dont l’abondance relative peut varier en fonction de facteurs biologiques et environnementaux . Chez les vertébrés, la mélanine peut séquestrer les ions métalliques, empêchant potentiellement les dommages tissulaires oxydatifs . Comparés aux vertébrés, les yeux des céphalopodes présentent de faibles concentrations de métaux dans les tissus mélanisés (figure 3a,b). Ceci reflète probablement l’abondance relativement faible de la mélanine (matériel supplémentaire électronique, tableau S2) et suggère que des voies autres que la mélanine sont responsables de la prévention des dommages tissulaires dus à l’exposition aux ions métalliques chez les céphalopodes, c’est-à-dire que la fonction de la mélanine dans les yeux des céphalopodes diffère de celle des vertébrés. La variation de la teneur en mélanine dans les yeux des vertébrés existants (matériel supplémentaire électronique, tableau S2) pourrait potentiellement refléter des variations dans l’écologie et/ou l’habitat lumineux.

Nos données chimiques sur les vertébrés et les céphalopodes existants montrent que la variation inter-clade est nettement plus importante que celle au sein de l’un ou l’autre groupe (figure 3a-d). Les tissus mélanisés des yeux des vertébrés existants sont enrichis en Zn (figure 4a,b) et présentent un fort signal Cu(II) dans les spectres XANES (figure 4c) ; en revanche, les tissus mélanisés des céphalopodes existants sont pauvres en Zn et présentent une contribution mixte de Cu(I) et Cu(II). De même, les mélanosomes des yeux de Tullimonstrum sont pauvres en Zn par rapport à ceux des vertébrés de Mazon Creek et les spectres XANES indiquent la présence de Cu(I). Les taches oculaires de Pohlsepia, cependant, ne correspondent pas à celles de Tullimonstrum ou des vertébrés de Mazon Creek dans l’espace chimique du LDA. La chimie des vertébrés et céphalopodes non équivoques de Mazon Creek ne correspond donc pas au schéma général d’enrichissement en éléments des céphalopodes et vertébrés modernes. Collectivement, les données sur la morphologie et la chimie des mélanosomes ne sont pas entièrement compatibles avec une affinité vertébrée pour le Tullimonstrum. Une affinité invertébrée ne peut pas être exclue, mais une affinité céphalopode est peu plausible, étant donné l’absence d’autres caractères morphologiques diagnostiques.

La structure chimique de la mélanine est connue pour être altérée par les changements de pH et l’exposition à des concentrations élevées de métaux, des pressions et des températures, qui sont tous couramment expérimentés pendant la diagenèse. Il est donc probable que les mélanosomes de différents taxons fossiles provenant d’un même biotope ou de biotopes différents puissent suivre des voies diagénétiques différentes, entraînant ainsi des chimies d’oligo-éléments disparates (comme cela est apparent dans les études de la géochimie organique des mélanines fossiles). La variation chimique entre les fossiles observée ici (figure 3e-h) reflète vraisemblablement la variation de la lithologie hôte et/ou de l’histoire diagénétique. Par exemple, l’absence de mélanosomes préservés chez Pohlsepia suggère que ce spécimen a subi une altération plus importante pendant la diagenèse que les autres spécimens fossiles analysés. En outre, la variation de la chimie des éléments traces parmi les fossiles de Mazon Creek est plus importante que pour les fossiles de tous les autres biotas. Cela suggère que la diagenèse chimique des mélanosomes des fossiles de Mazon Creek est plus variable que celle des autres biotas, ce qui empêche une interprétation concluante de la chimie originale des éléments traces. Néanmoins, les yeux de Knightia et le spécimen de Tetradontiformes indet. ont des signatures de métaux traces similaires bien qu’ils proviennent de biotas différents et ont donc vraisemblablement des histoires diagénétiques différentes. Des études futures ciblant la réponse de la chimie des éléments traces du mélanosome à divers facteurs diagénétiques, par exemple le pH, la lithologie, la pression et la température, seront essentielles pour la discrimination de la chimie originale des produits chimiques de la diagenèse.

Accessibilité des données

Nous fournissons toutes les données dans le texte principal, le matériel supplémentaire électronique ou via le dépôt numérique Dryad : https://doi.org/10.5061/dryad.c5c7601 .

Contributions des auteurs

C.S.R. et T.I.A. ont réalisé l’histologie ; C.S.R., T.I.A. et M.E.M. ont réalisé le MEB ; C.S.R., M.E.M. et S.M.W. ont effectué le balayage rapide synchrotron – fluorescence des rayons X et spectroscopie d’absorption des rayons X (XAS) ; S.I. et K.W. ont effectué les analyses AHPO ; C.S.R. et M.E.M. ont rédigé le manuscrit avec la contribution de tous les autres auteurs.

Intérêts concurrents

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent.

Financement

Soutenu par European Research Starting Grant (subvention n° ERC-2014-StG-637691-ANICOLEVO) accordée à M.E.M. L’utilisation de la Stanford Synchrotron Radiation Lightsource, SLAC National Accelerator Laboratory, est soutenue par le US Department of Energy, Office of Science, Office of Basic Energy Sciences dans le cadre du contrat n°. DE-AC02-76SF00515.

Remerciements

Nous remercions A. Aase, S. Gabbott, Z. Hughes, R. Gaines, B. Lindow, P. Mayer, D. Mikulic, W. Simpson et A. Stroup pour l’accès aux spécimens ; N. Edwards pour le soutien XAS ; V. Rossi et R. Wogelius pour la discussion.

Notes de bas de page

Le matériel électronique supplémentaire est disponible en ligne à https://doi.org/10.6084/m9.figshare.c.4691789.

© 2019 The Author(s)

Publié par la Royal Society. Tous droits réservés.

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